Introducción

La codorniz japonesa, Coturnix coturnix japonica, constituye una excelente fuente de producción de carne y huevos para consumo humano. Esta especie se caracteriza por tener altos niveles productivos, siendo superiores a los de la gallina Gallus domesti­cus (National Academy of Sciences, 1969), lo que la constituye en una especie de gran potencial de desarrollo en nuestro medio.

El componente del huevo que aporta la mayor cantidad de nutrientes, es la yema o vitelo; ésta representa entre el 30 y 40% del peso total del huevo, conteniendo casi la totalidad de los lípidos e hidratos de carbono y aproximadamente el 50% de las proteínas (Hoffmann y Volker, 1969) y se origi­na a partir de las células foliculares.

El desarrollo del folículo ovárico puede ser divi­dido en tres fases de acuerdo a su velocidad de crecimiento: una lenta, que dura algunos meses y hasta un año, otra de velocidad intermedia, que dura aproximadamente dos meses, y una de creci­miento rápido, que se inicia 7 a 11 días antes de la ovulación (Marza y Marza, 1935). En las dos pri­meras fases, el crecimiento del folículo es originado por la incorporación en el vitelo de proteínas y lípidos en proporción similar. En la fase de creci­miento rápido se deposita en el vitelo mayor canti­dad de lípidos que proteínas (Johnson, 1986).

Se acepta que los componentes del vitelo son sintetizados en el hígado, bajo estímulo estrogéni­co, y transportados por vía sanguínea hasta el ova­rio, aquí son incorporados al folículo en crecimien­to en forma de macromoléculas (Schjeide y col., 1970; Redshaw y Follett, 1972; Deeley y col., 1975).

La participación del epitelio folicular en ese pro­ceso es fundamental, ya que es la estructura que se interpone entre los vasos sanguíneos y el ovocito. En la gallina, Gallus domesticus, se ha estudiado la estructura fina del epitelio folicular, fundamental­mente durante la etapa de crecimiento rápido. Estos trabajos han sido dirigidos a la búsqueda de adapta­ciones de la célula folicular, que permitan explicar el paso de lipoproteínas desde el torrente sanguíneo al vitelo (Bellairs, 1965; Wyburn y col., 1965; Rothwell y Solomon, 1978; Perry y col., 1978; Perry y Gilbert, 1979).

Schjeide y McCandless (1962) reportaron la existencia de un organelo que denominaron 'cuerpo similar a mitocondria' o 'premitocondria' y lo des­cribieron como un cuerpo electrónicamente denso, debido a la presencia de metales y/o ácidos nuclei­cos en su interior. Schjeide y col. (1963) y Paulson y Rosenberg (1972) informaron haber observado estas estructuras entre las esferas de vitelo, íntima­mente asociadas a complejos proteicos de éste, con­cluyendo que este organelo podría participar en la síntesis parcial u organización de dichas proteínas.

Press (1964) informó el hallazgo de una estructu­ra similar a la descrita por los autores antes citados y le dio el nombre de 'transosoma'. La describió como una prolongación celular que se extiende tan­to desde la célula folicular al oocito, como también de una célula folicular a otra.

Posteriormente, Bellairs (1965) describió esta estructura en folículos de gallina y la llamó 'lining body', asignándole una función posiblemente de unión entre una célula folicular y otra o entre éstas y el oocito. Wyburn y col. (1965) denominaron a esta formación 'membrana terminal', y Greenfield (1966) encontró estructuras similares a los 'lining bodies', a los que llamó 'macrobodies'.

En este trabajo, se estudió la ultraestructura del epitelio folicular en los distintos tipos de folículos ováricos descritos por Guraya (1978), a saber: pri­mordiales, previtelogénicos, vitelogénicos inter­medios y vitelogénicos grandes, con el fin de esta­blecer bases morfológicas correlacionadas con el proceso de formación del vitelo, en la codorniz japonesa Coturnix coturnix japonica.

 Financiado por proyecto A 1792 DTI. Universidad de Chile.

Material y métodos

Se utilizaron 16 codornices hembras Coturnix coturnix japónica, clínicamente sanas, en edad repro­ductiva. Los 16 ejemplares fueron sacrificados por yugulación, para luego proceder a la extracción de sus ovarios. Estos fueron cortados en trozos peque­ños (2mm x 2mm), escogiendo al azar cuatro de ellos para ser procesados para miscroscopia electró­nica de transmisión, mediante la técnica descrita por Lynch y col. (1972) y Bils (1974).

Mediante un ultramicrótomo Sorvall PorterBlum MT 2B, se obtuvieron cortes de un grosor de entre 60 y 90 nm, los que fueron montados en grillas de cobre de 100 mesh. Estas muestras fueron teñidas con acetato de uranilo al 2% en metanol (Watson, 1958) y citrato de plomo (Reynolds, 1963).

La observación de las muestras y obtención de micrografías se llevó a cabo en un microscopio electrónico Zeiss EM-109.

Resultados

En los folículos primordiales, el epitelio folicular apareció estructurado por células planas, con un tamaño promedio de 4μ m de alto y 13 μm de ancho. Sus núcleos de gran tamaño y de forma irregular, ocuparon aproximadamente la mitad de la célula; presentando la cromatina dispersa, con algu­nos acúmulos adheridos a la membrana nuclear. Uno o dos nucléolos intensamente teñidos, se en­contraron por lo general en el centro del núcleo (figura 1). Estas células se presentaron estrecha­mente unidas entre sí y con el oocito, a través de complejos de unión del tipo desmosoma (figura 2).

Figura 1. Micrografía de un folículo primordial con su epitelio folicular (Ef). Se aprecia un 'transosoma' (Tr) en el interior del oocito (O). En la teca interna (Ti) se observan manojos de fibras colágenas (Fc) (9.720x)

Figura 2. Micrografía de un folículo primordial. Desmosomas (D) uniendo a la célula folicular (Cf) con el oocito (O) (35.565x).  
  En los folículos previtelogénicos, el epitelio foli­cular presentó células cuboideas de dos tipos: claras y oscuras (figura 3); las primeras son las predomi­nantes y corresponden a aquellas células con escasa cantidad de organelos. El núcleo de estas células fue grande y predominó la forma ovalada. En estos folículos no se observaron desmosomas uniendo las células foliculares al oocito; sin embargo, sí se encontraron entre las células foliculares (figura 4), hecho que se repitió en los folículos vitelogénicos intermedios y vitelogénicos grandes.  

Figura 3. Micrografía de un folículo previtelogénico. Epitelio folicular (Ef): células claras (Cfc) y oscuras (Cfo). Teca interna (Ti). Oocito (O) (11.232x)

Figura 4. Micrografía de una célula folicular en un folículo previtelogénico. Los núcleos presentan uno o dos nucleolos (n). Desmosomas (D) uniendo dos células foliculares (Cf). Mitocondria (M) (18.000x) 

Los folículos vitelogénicos intermedios presen­taron un epitelio folicular cilíndrico seudoestratificado, con células de variadas formas, destacándose un predominio de células oscuras, ricas en organelos y de núcleos más pequeños que los de los folícu­los anteriormente descritos.

En los folículos vitelogénicos grandes, el epite­lio folicular disminuyó de altura y sus células fue­ron cúbicas, semejantes en estructura y tamaño al epitelio de los folículos previtelogénicos.

Tanto en los folículos primordiales (figura 1), como a través de toda la línea de maduración folicu­lar, se observó una estructura electrónicamente . densa bien definida, proyectándose desde la célula folicular al oocito (figura 5) y en otros casos desde una célula folicular a otra (figura 6). En un escaso número de observaciones, estas estructuras se en­contraron en el interior de las células foliculares (figuras 7 y 8). Esta estructura presentó tres capas o membranas: la más externa correspondió a la mem­brana citoplasmática del oocito de un grosor aproxi­mado de 14 nm; una capa intermedia constituida por la membrana citoplasmática de la célula folicu­lar, de un grosor aproximado de 12 nm y una capa interna de 50 nm de espesor formada por un acumula de gránulos electrón densos, dispuesta en forma paralela a la capa intermedia (figura 5). Cuando esta estructura se observó en el interior de las células foliculares, la capa externa e intermedia correspon­dieron a las membranas citoplasmáticas de las mis­mas (figura 8).

Figura 5. Micrografía de un folículo vitelogénico grande. 'Transosoma' (Tr) proyectándose desde la célula folicular (Cf) hacia el oocito (O). Su capa externa corresponde a la membrana citoplas-mática del oocito (Mco), su capa media corresponde a la membrana citoplas-mática de4l oocito (Mco), su capa media corresponde a la membrana citoplasmática de la célula folicular (Mcf) y su capa interna granular (Gi) (125.122x) 

Figura 6. Micrografía de células foliculares en un folículo vitelogénico intermedio. células foliculares(Cf). se muestra un 'transosoma' completa-mente estructurado (Tr) y un 'transo-soma' incipiente (Tri). En el núcleo se observa el complejo poro (Cp) (36.893x).  

Figura 7. Microfografía de un folículo viteligénico grande. Se observa un 'transosoma' intracelular (Tr) y otro () en el interior del oocito (O) y vesículas citoplasmáticas grandes (  Vc) y pequeñas ( Vc ) en la célula folicular (Cf) (39.206x).

Figura 8. Microgafía de un folículo viteligénico grande. 'Transosoma' intracelular (Tr) con sus tres capas, en este caso las dos más externas corresponden a las membranas citoplasmáticas de las células foliculares (Mcf) y su capa interna granular (Gi) (89.985x)

  En los folículos vitelogénicos intermedios y vite­logénicos grandes, se encontró con frecuencia otra estructura caracterizada por ser una proyección de las células foliculares hacia el oocito, en cuyo inte­rior se visualizó gran cantidad de vesículas con un contenido electrón lúcido. Estas vesículas fueron de tamaño y forma muy regular, de un diámetro apro­ximado de 86 nm. Los límites externos de estas proyecciones celulares estuvieron formados por dos membranas: la externa, que correspondió a la mem­brana celular del oocito y, la interna, correspon­diente a la membrana de la célula folicular (figura 9). A esta estructura la denominamos 'complejo polivesicular'. En estos folículos se encontraron además, dos tipos de vesículas dispuestas libremen­te en el citoplasma de las células foliculares, unas de gran tamaño, de aproximadamente 0,35 μm de diámetro, con un contenido granular de densidad electrónica media y, otras, más pequeñas, de alre­dedor de 0,2 μm de diámetro, con un contenido más electrón denso. Estas últimas tienen la particu­laridad de presentar una banda clara entre su mem­brana externa y su contenido oscuro (figura 7).  

Figura 9.  Micrografía de un folículo vitelogénico grande. 'Complejo polivesicular' (Cpv) proyectándose desde la célula folicular (Cf) hacia el oocito (O). Se aprecia un 'Transosoma' libre (Tr) en el citoplasma del oocito (O) 827.500x).

El retículo endoplásmico rugoso presentó carac­terísticas semejantes en los distintos tipos de folícu­los analizados. La ubicación más frecuente del retículo endoplásmico rugoso fue en las proximida­des del núcleo y del aparato de Golgi (figura 10). La estructura fina de este retículo está dada por un par de membranas dispuestas paralelamente, rodeadas por una gran cantidad de ribosomas, íntimamente adheridos a ellas. El grosor de cada una de las membranas fue aproximadamente 10 nm, in­cluyendo a los ribosomas (figura 11).

Figura 10. Micrografía de una célula folicular en un folículo vitelogénico grande. Se observa el aparato del Golgi (Go) en las cercanías del retículo endoplásmico rugoso (Rer) y del núcleo (Nu) (25.000x). 

Figura 11. Micrografía de una célula folicular en un folículo vitelogénico grande. retículo endoplásmico rugoso (Rer) a mayor aumento (111.410x).

También se observaron ribosomas libres y polisomas en escasa cantidad en los folículos primor­diales, cantidad que se incrementó a medida que el folículo aumentó de tamaño (figura 12).  

Figura 12. Micrografía de una célula folicular en un folículo vitelogénico grande. Citoplasma con numerosas mitocondrias (M) y polisomas (Po). membrana basal (Mb) (16.508x)

El aparato de Golgi estuvo constituido por varios dictiosomas dispuestos paralelamente, y por una o más vesículas de secreción (figura 13). Estas vesículas presentaron diferentes formas y tamaños, y se caracterizaron por un contenido de baja densi­dad electrónica, con un puntillado electrón denso (figura 14). Este organelo se observó con mayor frecuencia en los folículos de tamaño mayor.

 

Figura 13. Micrografía de una célula folicular en un folículo vitelogénico grande. Se muestran detalles del aparato Golgi: sus dictosomas (Di) y sus vesículas de secresión (Vs) con presencia de complejo poro (Cp) en el núcleo (Nu) (26.263x)

Figura 14. Micrografía de una célula folicular en un folículo vitelogénico grande.  Aparato de  Golgi (Go) con sus vesículas de secresión (Vs) (41.512x)  
Las mitocondrias, organelos abundantes en las células foliculares, presentaron diferentes formas, aunque con predominio de la forma esférica, con un diámetro aproximado de 0,45 μm, presentando va­rias crestas dispuestas transversalmente. Cada cres­ta estuvo constituida por un par de láminas electrón densas dispuestas paralelamente, y de apariencia similar a la membrana mitocondrial externa. El largo de estas crestas fue variable, con un ancho aproximado de 18 nm (figura 12).

Discusión

Las características generales del epitelio folicular, descritas en este trabajo, coinciden con las presen­tadas por Giovanelli (1985), aunque discrepamos a nivel de los folículos vitelogénicos grandes, ya que sólo encontramos células cúbicas estructurando el epitelio folicular y no células planas, como lo afir­ma el autor antes citado.

En la gallina, este epitelio fue descrito como una capa simple de células cúbicas, en folículos de tamaño grande y pequeño, y como una capa seudoestratificada de células cúbicas, en folículos de tamaño intermedio (Bellairs, 1965). Este autor no describió la presencia de células foliculares planas.

En nuestras observaciones de los diferentes tipos de folículos analizados, encontramos dos tipos de células foliculares: claras y oscuras, estas últimas aumentan en relación al desarrollo folicular, lo cual estaría de acuerdo con la descripción hecha en Gallus domesticus por Press (1964) y Bellairs (1965).

De acuerdo a nuestras apreciaciones, las células oscuras se diferenciarían de las claras por la presen­cia de mayor cantidad de algunas estructuras cito­plasmáticas: retículo endoplásmico rugoso, riboso­mas libres, polisomas, aparato de Golgi y mitocon­drias, que estarían aportando una mayor densidad electrónica. Esta observación difiere con lo expre­sado por Press (1964) y Wyburn y col. (1965), quienes relacionaron sólo cuantitativamente el retículo endoplásmico rugoso con la mayor o menor densidad electrónica del citoplasma celular.

Al analizar estructuralmente las mitocondrias, encontramos que predominaron las formas circula­res sobre las elongadas, lo que se contrapone con lo reportado por Press (1964) y Bellairs (1965), quie­nes plantearon el predominio de las mitocondrias de forma alargada. La disposición de las crestas mitocondriales, así como el tamaño de estos organelos, no difiere de la información aportada por los autores antes citados.

Respecto a la mayor cantidad de organelos ob­servados en las células oscuras, podríamos inferir que éstas tendrían una activa participación en la funcionalidad del epitelio folicular, y las células claras podrían corresponder a un estado menos dife­renciado de las células oscuras, ya que las claras se encuentran en mayor proporción en los folículos primordiales, que es la etapa de crecimiento lento; en cambio, las células oscuras predominan en aque­llos folículos especialmente en la etapa de creci­miento rápido (Marza y Marza, 1935 y Johnson, 1986).

En nuestro estudio, el aparato de Golgi fue ubi­cado con mayor facilidad en los folículos vitelogé­nicos grandes, lo que corroboraría desde el punto de vista morfológico lo planteado por Johnson (1986), quien señala que en la etapa del crecimiento rápido, la incorporación de lípidos al vitelo supera a las proteínas.

La presencia de desmosomas uniendo a las célu­las foliculares entre sí o a éstas con el oocito, confirma lo descrito por Bellairs (1965) y Wyburn y col. (1965).

La estructura que describimos en los cuatro tipos foliculares, como una proyección desde las células foliculares al oocito o entre las células foliculares, coincidiría con lo descrito por Schjeide y McCandless (1962), en Gallus domesticus, quienes la de­nominaron 'cuerpo similar a mitocondria' o 'premitocondria', y con la estructura descrita por Press (1964), quien la llamó 'transosoma'; Wyburn y col. (1965) 'membrana terminal', y 'lining body', por Bellairs (1965).

Analizando los resultados obtenidos en esta in­vestigación, respecto a las características morfoló­gicas del 'transosoma', podríamos sugerir que la función principal sería la transferencia de ribonucleoproteínas desde las células foliculares al oocito o desde una célula folicular a otra. El mecanismo involucrado en esta transferencia podría ser la endo­citosis mediada por receptores específicos de mem­brana, los cuales al unirse a proteínas son internalizadas por las células señaladas. Estos receptores estarían agrupados en regiones especializadas de la superficie celular llamadas 'coated pits', las que al invaginarse formarían posteriormente no sólo los transosomas, sino también las vesículas cubiertas y descubiertas. Este mecanismo fue propuesto por Goldstain y col. (1979). Las vesículas cubiertas pasarían al oocito donde algunas perderían la mem­brana envolvente y formarían esferas precursoras de vitelo, cuya fusión sucesiva daría origen a gran­des esferas de vitelo, como lo demuestran las inves­tigaciones de Perry y col. (1978) y Perry y Gilbert (1979).

En nuestras observaciones, las vesículas cito­plasmáticas libres presentes en las células folicula­res de los folículos intermedios y vitelogénicos grandes, corresponderían a las vesículas cubiertas descritas por los autores recién citados. Por otra parte, se debe señalar que no encontramos dentro del oocito otras estructuras relacionadas con la for­mación de vitelo, lo que podría atribuirse a que los folículos empleados por los mismos autores fueron de mayor desarrollo que los de nuestra investiga­ción.

En este trabajo describimos en los folículos vite­logénicos grandes, una proyección desde la célula folicular hacia el oocito, la cual denominamos 'complejo polivesicular'. Nosotros postulamos que esta particular formación podría contribuir a la sín­tesis de vitelo en los estados de mayor desarrollo folicular. El 'complejo polivesicular' se diferencia de los 'macrobodies' analizados por Greenfield (1966), porque estos últimos se ubican en el interior de las células foliculares y presentan sólo una capa membranosa alrededor de las vesículas. Las vesículas citoplasmáticas libres, descritas en el presente trabajo en los folículos vitelogénicos intermedios y vitelogénicos grandes, probablemente podrían ser los precursores del 'complejo polivesicular'. Co­mo estos dos tipos de folículos se encuentran en la etapa de crecimiento rápido del oocito, pensamos que la morfofuncionalidad del 'complejo polivesi­cular' tendría relación con una mayor y más acele­rada incorporación de vitelio al oocito, lo que con­cordaría con Johnson (1986).

AGRADECIMIENTOS

Los autores agradecen al 'Criadero de codornices Delgado Hnos.', la valiosa cooperación prestada para llevar a efecto esta investigación, y a la Sra. Margarita Azolas por su trabajo dactilográfico.

Referencias

BELLAIRS, R. 1965. The relationship between oocyte and follicle in the hens ovary as shown electron microscopy. J. Embryol. Exp. Morphol. 13: 215-23.

BILS, K.S. 1974. Electron microscopy. Laboratory manual and handbook. Los Angeles, Hancock Foundation University of Southern California. p. 278.

DEELEY, R. G., K.P. MULLINIX, M. WETEKAM, H.M. KRONEN­BERG, M. MEYERS, J.D. ELDRIGE, R.F. GOLDENBERG 1975. Vitellogenin synthesis in the avian liver. J. Biol. Chem. 250: 9060-9066.

GIOVANELLI, G. 1985. Análisis microestructural del sistema reproductor de hembras de Coturnix coturnix japonica du­rante el desarrollo postnatal. Tesis. Santiago. Escuela de Ciencias Veterinarias y Pecuarias. Universidad de Chile.

GOLDSTAIN, J.L., R.G.W. ANDERSON, M.S. BROWN. 1979. Coated pits, coated vesicles, and receptor-mediated endocy­tosis. Nature 279: 679-685.

GREENFIELD, M.L. 1966. The oocyte of the domestic chicken shortly after hatching, studied by electron microscopy. J. Embryol. Exp. Morphol. 15: 297-316.

GURAYA, S.S. 1978. Maturation of the follicular wall of non­mammalian vertebrates. In. The vertebrates ovary. Compa­rative biology and evolution. Johnes, RE. Ed. New York, Lennon Press, pp. 261-330.

HOFFMAN, G., H. VOLKER. 1969. Anatomía y fisiología de las aves domésticas. Zaragoza, Acribia, pp. 153-155.

JOHNSON, A.L. 1986. Reproduction in the female. In. Avian physiology. Sturkie, P.D. ed. 4 Th Ed. New York. Springer­Verlag, pp. 403-441.

LYNCH, M.J., S.S. RAPHAEL, L.D. MELLOR, P.D. SPARE, M.J.H. MC INWOOD. 1972. Métodos de laboratorio. 2' Ed. Mexico, D.F. Interamericana, pp. 1111-1166.

MARZA, V.D., E.V. MARZA. 1935. The formation of the hen's egg. Q.Y. Microsc. Sci. 78: 133-189.

NATIONAL ACADEMY OF SCIENCES. 1969. Coturnix: Standards and guidelines for the breeding, care and management of laboratory animals. Washington, D.C.

PAULSON, J., M. Rosenberg. 1972. The function and transposi­tion of lining bodies in developing avian oocytes. J. Ultrastr. Res. 40: 25-43.

PERRY, M.M., A.B. GILBERT, A.J. EVANS. 1978. Electron mi­croscope observations on the ovarian follicle of the domestic fowl during the rapid growth phase. J. Anat. 125: 481-497.

PERRY, M.M., A.B. GILBERT. 1979. Yolk transport in the avian follicle of the hen (Gallus domesticus): Lipoprotein-like par­ticles at the periphery of the oocite in the rapid growth phase. J. Cell. Sci. 39: 257-272.

PRESS, N. 1964. An unusual organelle in the avian ovaries. J. Ultrastr. Res. 10: 528-546.

REDSHAW, M.R., B.K. FOLLET. 1972. The physiology of egg yolk production in the hen. In. Egg formation and produc­tion. Freeman, B. M. and Lake P. E. Ed. Edinburgh, British, British Poultry Science. Chapter 3.

REYNOLDS, E.S. 1963. The use of lead-citrate of high pH as an electron opaque stain in electron microscopy. J. Cell. Biol. 17: 208-212.

ROTHWELL, B., S. SOLOMON. 1977. The ultrastructure of the follicle wall of the domestic fowl during the phase of rapid growth. Br. Poul. Sci. 18: 605-610.

SCHJEIDE, O.A., R.G. MCCANDLESS. 1962. On the formation of mitochondria. Growth 27: 309-321.

SCHJEIDE, O.A., R.G. MCCANDLESS, R.J. MUNN. 1963. Possible participation of RNA in formation of mitochondrial-like organelles. Growth 27: 125-128.

SCHJEIDE, O.A., F. GALEY, E.A. GRELLERT, R. PSAN LIN, J. DE VELLIS, J.F. MEAD. 1970. Macromolecules in oocyte matu­ration. Biol. Reprod. (Suppl. 2): 14-43.

WATSON M.L. 1958. Staining of tissue sections for electron microscopy with heavy metals. J. Biophys. Biochem. Cytol. 4: 475-478.

WYBURN, G.M., R.N.C. AITKEN, H.S. JOHNSTON. 1965. The ultraestructure of the zona radiata of the ovarian follicle of the domestic fowl. J. Anat. 99: 469-484.

Recibido el 1 de junio de 1990, aprobado el 31 de agosto de 1990.